Los investigadores encuentran formas de editar genomas de microbios que crecen en una comunidad de diferentes especies.
Hasta la fecha, CRISPR enzimas CRISPR-Cas se han utilizado para editar el de sus genomas de un tipo de (SCD por sus siglas en inglés), a la vez: cortan, eliminan o agregan los genes a un tipo específico de célula dentro de un tejido u órgano, por ejemplo, oa un tipo de microbio creciendo en un tubo de ensayo.
Ahora, el grupo de la Universidad de California, Berkeley, que inventó el CRISPR-Cas9 edición del genoma Hace casi 10 años, la tecnología encontró una manera de agregar o modificar genes dentro de una comunidad de muchas especies diferentes simultáneamente, abriendo la puerta a lo que podría llamarse "edición comunitaria".
Si bien esta tecnología todavía se aplica exclusivamente en entornos de laboratorio, podría usarse tanto para editar como para rastrear microbios editados dentro de una comunidad natural, como en el intestino o en las raíces de una planta donde se congregan cientos o miles de microbios diferentes. Este seguimiento se vuelve necesario a medida que los científicos hablan de alterar genéticamente las poblaciones microbianas: insertar genes en microbios en el intestino para solucionar problemas digestivos, por ejemplo, o alterar el entorno microbiano de los cultivos para hacerlos más resistentes a las plagas.
Sin una forma de rastrear las inserciones de genes, usando un código de barras, en este caso, tales genes insertados podrían terminar en cualquier lugar, ya que los microbios comparten genes entre ellos de manera rutinaria.
"Rompiendo y cambiando letra singular dentro de los microorganismos aislados ha sido esencial para comprender qué hace ese ADN ”, dijo el becario postdoctoral de UC Berkeley, Benjamin Rubin. "Este trabajo ayuda a llevar ese enfoque fundamental a las comunidades microbianas, que son mucho más representativas de cómo estos microbios viven y funcionan en la naturaleza".
Si bien la capacidad de editar muchos tipos de células o microbios a la vez podría ser útil en los sistemas actuales a escala industrial (biorreactores para cultivar células a granel, por ejemplo, la aplicación más inmediata puede ser como una herramienta para comprender la estructura de comunidades complejas de bacterias fotosintéticas, arqueas y hongos, y el flujo de genes dentro de estas diversas poblaciones.
"Con el tiempo, es posible que podamos eliminar los genes que causan enfermedades en las bacterias intestinales o hacer que las plantas sean más eficientes mediante la ingeniería de sus socios microbianos", dijo el becario postdoctoral Brady Cress. "Pero probablemente, antes de hacer eso, este enfoque nos dará una mejor comprensión de cómo funcionan los microbios dentro de una comunidad".
Rubin y Cress, ambos en el laboratorio de la inventora de CRISPR-Cas9, Jennifer Doudna, y Spencer Diamond, científica del proyecto en Innovative Genómica Institute (IGI), son coautores de un artículo que describe la técnica que apareció hoy (6 de diciembre) en la revista Microbiología de la naturaleza.
De la censura a la edición
Diamante trabaja en el laboratorio de Jill Banfield, un geomicrobiólogo que fue pionero en el campo de la secuenciación comunitaria, o metagenómica: secuenciar todo el ADN en una comunidad compleja de microbios y ensamblar este ADN en los genomas completos de todos estos organismos, algunos de los cuales probablemente nunca se han visto antes y muchos de los cuales son imposibles de cultivar en una placa de laboratorio.
La secuenciación metagenómica ha avanzado enormemente en los últimos 15 años. En 2019, Diamond reunió 10,000 genomas individuales de casi 800 especies microbianas a partir de muestras de suelo recolectadas de una pradera en el norte de California.
Pero compara esto con realizar un censo de población: proporciona información incomparable sobre qué microbios están presentes en qué proporciones y qué funciones podrían realizar esos microbios dentro de la comunidad. Y le permite inferir interacciones complicadas entre los organismos y cómo pueden trabajar juntos para lograr importantes beneficios para el ecosistema, como la fijación de nitrógeno. Pero estas observaciones son solo hipótesis; Se necesitan nuevos métodos para probar realmente estas funciones e interacciones a nivel comunitario, dijo Diamond.
“Existe esta idea de transferencias metabólicas: que ningún microbio individual está realizando una gran serie de funciones metabólicas, pero en su mayor parte, cada organismo individual está haciendo un solo paso de un proceso, y que tiene que haber alguna transferencia de metabolitos entre organismos ”, dijo. “Esta es la hipótesis, pero ¿cómo lo probamos realmente? ¿Cómo llegamos a un punto en el que ya no solo estamos mirando a los pájaros, sino que podemos hacer algunas manipulaciones y ver qué está pasando? Esta fue la génesis de la edición comunitaria ".
El equipo de investigación fue dirigido por Banfield, profesor de ciencias terrestres y planetarias de UC Berkeley y de ciencias ambientales, políticas y gestión, y Jennifer Doudna, Profesor de biología celular y molecular y de química de UC Berkeley, investigador del Instituto Médico Howard Hughes y co-ganador del Premio Nobel de Química 2020 por la invención de edición del genoma CRISPR-Cas9.
El equipo desarrolló primero un enfoque para determinar qué microbios en una comunidad son realmente susceptibles a la edición de genes. La técnica de detección que desarrollaron Rubin y Diamond, llamada ET-seq (secuenciación de transformación ambiental), utiliza como sonda un transposón, o gen saltarín, que se inserta fácilmente al azar en muchos genomas microbianos. Al secuenciar el ADN de la comunidad antes y después de introducir el transposón, pudieron determinar qué especies de microbios podían incorporar el gen del transposón. El enfoque se basó en técnicas desarrolladas por el coautor Adam Deutschbauer en el Laboratorio Nacional Lawrence Berkeley. En un experimento que involucró a una comunidad de nueve microbios diferentes, insertaron con éxito el mismo transposón en cinco de ellos utilizando diferentes métodos de transformación.
Luego, Cress desarrolló un sistema de entrega dirigido llamado Todo-en-uno de edición de ADN moléculas de ARN-CRISPR guiado Proteínas Cas Transposasa (DART) que utiliza una enzima CRISPR-Cas similar a CRISPR-Cas9 para ubicarse en una secuencia de ADN específica e insertar un transposón con código de barras.
Para probar la técnica DART con una comunidad microbiana más realista, los investigadores tomaron una muestra de heces de un bebé y la cultivaron para crear una comunidad estable compuesta principalmente por 14 tipos diferentes de microorganismos. Pudieron editar individualmente E. coli cepas dentro de esa comunidad, dirigidas a genes que se han asociado con enfermedades.
Los investigadores esperan emplear la técnica para comprender comunidades artificiales y simples, como una planta y sus asociados. microbioma, en una caja cerrada. Luego pueden manipular genes comunitarios dentro de este sistema cerrado y rastrear el efecto en sus microbios con códigos de barras. Estos experimentos son un aspecto de un programa de 10 años financiado por el Departamento de Energía llamado m-CAFÉs, para Análisis de comunidades microbianas y evaluación funcional en suelos, que busca comprender la respuesta de un microbioma de pasto simple a cambios externos. Banfield, Doudna y Deutschbauer forman parte del proyecto m-CAFE.
La investigación fue apoyada por m-CAFE (DE-AC02-05CH11231) y el Instituto Nacional de Ciencias Médicas Generales de los Institutos Nacionales de Salud (F32GM134694, F32GM131654).
Otros coautores del artículo son Alexander Crits-Christoph, Yue Clare Lou, Adair Borges, Haridha Shivram, Christine He, Michael Xu, Zeyi Zhou, Sara Smith, Rachel Rovinsky, Dylan Smock, Kimberly Tang, Netravathi Krishnappa y Rohan Sachdeva de UC Berkeley; Trenton Owens de Berkeley Lab; y Rodolphe Barrangou de la Universidad Estatal de Carolina del Norte.
Esta historia fue publicada originalmente por el Noticias de UC Berkeley.
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Contacto para los medios: Andy Murdock, andymurdock@berkeley.edu
